Prevalencia de virus de ARN en tubérculos-semilla certificados de Solanum tuberosum cv. Diacol Capiro de la sabana Cundiboyacense

García-Torres, Andrea; Higuita-Valencia, Mónica; Gallo-García, Yuliana; Hoyos, Rodrigo; Gutiérrez, Pablo; Marín, Mauricio

doi:10.31910/rudca.v25.n2.2022.2151

Prevalencia de virus de ARN en tubérculos-semilla certificados de Solanum tuberosum cv. Diacol Capiro de la sabana Cundiboyacense

La papa (Solanum tuberosum) Diacol Capiro es uno de los cultivares con mayor producción y consumo interno en Colombia, siendo los departamentos de Cundinamarca y Boyacá, los principales productores. Este cultivo, se ve afectado por un complejo de virus, que disminuye la calidad de los tubérculos y los rendimientos. En este trabajo, se evaluó la prevalencia de los virus de ARN: PLRV, PVY, PVX, PVS, PVV, PYVV, PMTV y PVB, en brotes de tubérculos-semilla certificados, provenientes de la sabana Cundiboyacense, mediante RT-qPCR. Los resultados revelan la ocurrencia de siete de los ochos virus en las muestras, con niveles de infección de 100 % (PVS, PVX y PYVV), 75 % (PLRV), 50 % (PVY), 37,5 % (PMTV) y 12,5 % (PVB). Adicionalmente, con el fin de... Ver más

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Revista

Revista U.D.C.A Actualidad & Divulgación Científica

ISSN

0123-4226

EISSN

2619-2551

Autores

García-Torres, Andrea

Higuita-Valencia, Mónica

Gallo-García, Yuliana

Hoyos, Rodrigo

Gutiérrez, Pablo

Marín, Mauricio

Editor

UNIVERSIDAD DE CIENCIAS APLICADAS Y AMBIENTALES

DOI

10.31910/rudca.v25.n2.2022.2151

Volumen

Año de publicación

2022-12-31

Pais

Colombia

Palabras claves

Detección de virus

RT-qPCR

Secuenciación de alto rendimiento

Semilla de papa

Virus de plantas

Licencia

Esta obra está bajo una licencia internacional Creative Commons Atribución-NoComercial 4.0.

Andrea García-Torres, Mónica Higuita-Valencia, Yuliana Gallo-García, Rodrigo Hoyos, Pablo Gutiérrez, Mauricio Marín - 2022

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description	La papa (Solanum tuberosum) Diacol Capiro es uno de los cultivares con mayor producción y consumo interno en Colombia, siendo los departamentos de Cundinamarca y Boyacá, los principales productores. Este cultivo, se ve afectado por un complejo de virus, que disminuye la calidad de los tubérculos y los rendimientos. En este trabajo, se evaluó la prevalencia de los virus de ARN: PLRV, PVY, PVX, PVS, PVV, PYVV, PMTV y PVB, en brotes de tubérculos-semilla certificados, provenientes de la sabana Cundiboyacense, mediante RT-qPCR. Los resultados revelan la ocurrencia de siete de los ochos virus en las muestras, con niveles de infección de 100 % (PVS, PVX y PYVV), 75 % (PLRV), 50 % (PVY), 37,5 % (PMTV) y 12,5 % (PVB). Adicionalmente, con el fin de obtener información de los genomas de los virus detectados, se utilizó secuenciación de alto rendimiento (HTS), de una muestra compuesta (bulk) de brotes, siendo posible obtener el genoma completo del PLRV y el genoma parcial del PVY. Los análisis filogenéticos realizados con dichas secuencias ubicaron a los virus PLRV y PVY en clados, conformados por aislamientos colombianos, con niveles de identidad superiores al 97 %. Estos hallazgos evidencian la necesidad de fortalecer los programas de certificación de tubérculos-semilla de papa en el país, mediante la utilización de pruebas moleculares de detección viral.
description_eng	Diacol-Capiro is one of the most important potato (Solanum tuberosum) cultivars in Colombia with most production concentrated in the provinces of Cundinamarca and Boyacá. Unfortunately, this crop is seriously affected by several viruses that compromise the quality of tubers and yields. In this work, it was evaluated the prevalence of the RNA viruses: PLRV, PVY, PVX, PVS, PVV, PYVV, PMTV, and PVB in certified tuber-seed sprouts produced in the highlands of Cundinamarca and Boyacá by RT-qPCR. Results revealed a prevalence of 100 % for PVS, PVX, and PYVV; 75 % for PLRV, 50 % for PVY, 37.5 % for PMTV, and 12.5 % for PVB. Additionally, high-throughput sequencing from a sprout´s bulk sample was used to gather genomic information of infecting viruses, which resulted in a partial PVY sequence, and a complete PLRV genome. Phylogenetic analysis revealed that both assemblies cluster within clades comprising other Colombian isolates with more than 97 % nucleotide sequence identity. These findings highlight the need to update potato seed-tuber certification programs in Colombia with the implementation of more sensitive molecular tests.
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BURLINGAME, B.; MOUILLÉ, B.; CHARRONDIÈRE, R. 2009. Nutrients, bioactive non-nutrients and anti-nutrients in potatoes. Journal of Food Composition and Analysis. 22(6):494-502. https://doi.org/10.1016/j.jfca.2009.09.001 6. BUSHMANOVA, E.; ANTIPOV, D.; LAPIDUS, A.; PRJIBELSKI, A.D. 2019. rnaSPAdes: a de novo transcriptome assembler and its application to RNA-Seq data. GigaScience. 8(9). https://doi.org/10.1093/gigascience/giz100 7. CHIKH ALI, M.; MAOKA, T.; NATSUAKI, K.T. 2008. The occurrence of potato viruses in Syria and the molecular detection and characterization of Syrian Potato virus S isolates. Potato Research. 51:151-161. https://doi.org/10.1007/s11540-008-9099-9 8. COX, B.A.; JONES, R.A.C. 2010. Genetic variability in the coat protein gene of Potato virus X and the current relationship between phylogenetic placement and resistance groupings. Archives of Virology. 155:1349-1356. https://doi.org/10.1007/s00705-010-0711-3 9. FAOSTAT. 2018. Food and agriculture data. Disponible desde Internet en: http://www.fao.org/faostat/en/#home (con acceso el 10/09/2020) 10. FEDEPAPA. 2017. Plan estratégico del subsector de la papa visión 20-20. Bogotá. Disponible desde Internet en: https://fedepapa.com/wp-content/uploads/2017/01/Plan-sectorial.pdf (con acceso el 30/01/2020). 11. FEDEPAPA. 2019. Informe de gestión. Vigencia 2019. 219p. Disponible desde Internet en: https://fedepapa.com/wp-content/uploads/2022/05/INFORME-DE-GESTIO%CC%81N-VIGENCIA-2019.pdf (con acceso el 15/07/2021) 12. FOOD AND AGRICULTURE ORGANIZATION, FAO. 2008. El año internacional. Disponible desde Internet en: https://www.fao.org/3/i0500s/i0500s01.pdf (con acceso el 15/01/2020) 13. FORBES, G.A.; CHARKOWSKI, A.; ANDRADE-PIEDRA, J.; PARKER, M.; SCHULTE-GELDERMANN, E. 2020. Potato seed systems. En: Campos, H.; Ortiz, O. (eds). The potato crop. Springer (Switzerland). p.431-447. https://doi.org/10.1007/978-3-030-28683-5_12 14. FROST, K.E.; GROVES, R.L.; CHARKOWSKI, A.O. 2013. Integrated control of potato pathogens through seed potato certification and provision of clean seed potatoes. Plant Disease. 97(10):1268-1280. https://doi.org/10.1094/PDIS-05-13-0477-FE 15. GALLO GARCÍA, Y.; SIERRA MEJÍA, A.; DONAIRE SEGARRA, L.; ARANDA, M.; GUTIÉRREZ SÁNCHEZ, P.A.; MARÍN MONTOYA, M. 2019. Coinfección natural de virus de ARN en cultivos de papa (Solanum tuberosum subsp. Andigena) en Antioquia (Colombia). Acta Biológica Colombiana. 24(3):546-560. https://doi.org/10.15446/abc.v24n3.79277 16. GALLO GARCÍA, Y.M.; SIERRA MEJIA, A.; GUTIÉRREZ SÁNCHEZ, P.A.; MARÍN MONTOYA, M. 2021. Prevalencia de cinco virus de ARN en tubérculos-semilla de papa cultivados en Antioquia (Colombia). Biotecnología en el Sector Agropecuario y Agroindustrial. 19(1):66-78. https://doi.org/10.18684/bsaa.v19.n1.2021.1343 17. GARCÍA, A.; HIGUITA, M.; HOYOS, R.; GALLO, Y.; MARÍN, M.; GUTIÉRREZ, P. 2022. Indexing of RNA viruses in certified and uncertified potato seed-tubers from Solanum tuberosum cv. Diacol Capiro, and S. phureja cv. Criolla Colombia: a pilot study. Archives of Phytopathology and Plant Protection. 55(9):1082-1101. https://doi.org/10.1080/03235408.2022.2081760 18. GIL, J.F.; COTES, J.M.; MARÍN, M. 2011. Incidencia de Potyvirus y caracterización molecular de PVY en regiones productoras de papa (Solanum tuberosum L) de Colombia. Revista colombiana de biotecnología. 13(1):85-93. 19. GILDEMACHER, P.R.; SCHULTE-GELDERMANN, E.; BORUS, D.; DEMO, P.; KINYAE, P.; MUNDIA, P.; STRUIK, P.C. 2011. Seed potato quality improvement through positive selection by smallholder farmers in Kenya. Potato Research. 54:253. https://doi.org/10.1007/s11540-011-9190-5 20. GLAIS, L.; TRIBODET, M.; KERLAN, C. 2005. Specific detection of the PVYN-W variant of Potato virus Y. Journal of Virological Methods. 125(2):131-136. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2005.01.007 21. GUTIÉRREZ, P.; RIVILLAS, A.; TEJADA, D.; GIRALDO, S.; RESTREPO, A.; OSPINA, M.; CADAVID, S.; GALLO, Y.; MARÍN, M. 2021. PVDP: A portable open source pipeline for detection of plant viruses in RNAseq data. A case study on potato viruses in Antioquia (Colombia). Physiological and Molecular Plant Pathology. 113:101604. https://doi.org/10.1016/j.pmpp.2021.101604 22. GUZMÁN-BARNEY, M.; HERNÁNDEZ, A.K.; FRANCO-LARA, L. 2013. Tracking foliar symptoms caused by tuber-borne Potato yellow vein virus (PYVV) in Solanum Phureja (Juz et Buk) Cultivar “Criolla Colombia”. American Journal of Potato Research. 90:284-293. https://doi.org/10.1007/s12230-013-9303-6 23. HALTERMAN, D.; CHARKOWSKI, A.; VERCHOT, J. 2012. Potato viruses and seed certification in the USA to provide healthy propagated tubers. Pest Technology. 6(Special Issue 1):1-14. 24. HAMEED, A.; IQBAL, Z.; ASAD, S.; MANSOOR, S. 2014. Detection of multiple potato viruses in the field suggests synergistic interactions among potato viruses in Pakistan. The Plant Pathology Journal. 30(4):407-415. https://doi.org/10.5423/PPJ.OA.05.2014.0039 25. HENAO-DÍAZ, E.; GUTIÉRREZ-SÁNCHEZ, P.; MARÍN-MONTOYA, M. 2013. Análisis filogenético de aislamientos del Potato virus Y (PVY) obtenidos en cultivos de papa (Solanum Tuberosum) y tomate de árbol (Solanum Betaceum) en Colombia. Actualidades Biológicas. 35(99):219-232. 26. INSTITUTO COLOMBIANO AGROPECUARIO, ICA. 2015. Resolución 3168 de 2015. 97p. Disponible desde Internet en: https://www.ica.gov.co/getattachment/4e8c3698-8fcb-4e42-80e7-a6c7acde9bf8/2015R3168.aspx (con acceso el 10/09/2020). 27. KERLAN, C. 2009. Potato viruses. En: Mahy, B.W.J.; Van Regenmortel, M.H.V. (eds). Desk encyclopedia of plant and fungal virology. Academic Press. p.458-471. 28. KREUZE, J.F.; SOUZA-DIAS, J.A.C.; JEEVALATHA, A.; FIGUEIRA, A.R.; VALKONEN, J.P.T.; JONES, R.A.C. 2020. Viral diseases in potato. En: Campos, H.; Ortiz, O. (eds). The potato crop. Its agricultural, nutritional and social Contribution to Humankind. Springer. p.389-431. 29. KUMAR, S.; STECHER, G.; LI, M.; KNYAZ, C.; TAMURA, K. 2018. MEGA X: Molecular evolutionary genetics analysis across computing platforms. Molecular Biology and Evolution. 35(6):1547-1549. https://doi.org/10.1093/molbev/msy096 30. MARÍN MONTOYA, M.; GUTIÉRREZ SÁNCHEZ, P.A. 2016. Principios de virología molecular de plantas tropicales. Corpoica (Colombia). 313p. 31. MILNE, I.; BAYER, M.; CARDLE, L.; SHAW, P.; STEPHEN, G.; WRIGHT, F.; MARSHALL, D. 2010. Tablet - next generation sequence assembly visualization. Bioinformatics. 26(3):401-402. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btp666 32. MINISTERIO DE AGRICULTURA Y DESARROLLO RURAL, MADR. 2020. Cadena de la papa. 21p. Disponible desde Internet en: https://sioc.minagricultura.gov.co/Papa/Documentos/2020-06-30%20Cifras%20Sectoriales.pdf (con acceso el 17/08/2021) 33. MUMFORD, R.A.; WALSH, K.; BARKER, I.; BOONHAM, N. 2000. Detection of Potato mop top virus and Tobacco rattle virus using a multiplex real-time fluorescent reverse-transcription polymerase chain reaction assay. Phytopathology. 90(5):448-453. https://doi.org/10.1094/PHYTO.2000.90.5.448 34. NIE, X.; SINGH, R.P. 2001. A novel usage of random primers for multiplex RT-PCR detection of virus and viroid in aphids, leaves, and tubers. Journal of Virological Methods. 91(1):37-49. https://doi.org/10.1016/S0166-0934(00)00242-1 35. NOLTE, P.; WHITWORTH, J.L.; THORNTON, M.K.; MCINTOSH, C.S. 2004. Effect of seedborne Potato virus Y on performance of russet burbank, russet norkotah, and shepody potato. Plant Disease. 88(3):248-252. https://doi.org/10.1094/PDIS.2004.88.3.248 36. ÑUSTEZ, C.E. 2011. Variedades Colombianas de Papa. Universidad Nacional de Colombia (Bogotá). 46p. 37. PORRAS RODRÍGUEZ, P.D.; HERRERA HEREDIA, C.A. 2015. Modelo productivo de la papa variedad Diacol Capiro para el departamento de Antioquia. Corpoica (Mosquera, Colombia). 92p. 38. RAIGOND, B.; VERMA, A.; PATHANIA, S.; J, S.; KOCHHAR, T.; CHAKRABARTI, S.K. 2020. Development of a reverse transcription loop-mediated isothermal amplification for detection of potato virus a in potato and in insect vector aphids. Crop Protection. 137:105296. https://doi.org/10.1016/j.cropro.2020.105296 39. RIASCOS CHICA, M.; GUTIÉRREZ SÁNCHEZ, P.A.; MARÍN MONTOYA, M.A. 2018. Identificación molecular de Potyvirus infectando cultivos de papa en el oriente de Antioquia (Colombia). Acta Biológica Colombiana. 23(1):39-50. http://dx.doi.org/10.15446/abc.v23n1.65683 40. SALAZAR, L.F. 2006. Emerging and re-emerging potato diseases in the Andes. Potato Research. 49:43-47. https://doi.org/10.1007/s11540-006-9005-2 41. SAVENKOV, E.I.; SANDGREN, M.; VALKONEN, J.P.T. 1999. Complete sequence of RNA 1 and the presence of tRNA like structures in all RNAs of Potato mop-top virus, genus Pomovirus. Journal of General Virology. 80(10):2779-2784. https://doi.org/10.1099/0022-1317-80-10-2779 42. SCHULTE-GELDERMANN, E.; GILDEMACHER, P.R.; STRUIK, P.C. 2012. Improving seed health and seed performance by positive selection in three Kenyan potato varieties. American Journal of Potato Research. 89(6):429-437. https://doi.org/10.1007/s12230-012-9264-1 43. SCHUMPP, O.; BRÉCHON, A.; BRODARD, J.; DUPUIS, B.; FARINELLI, L.; FREI, P.; OTTEN, P.; PELLET, D. 2021. Large-Scale RT-qPCR diagnostics for seed potato certification. Potato Research. 64:553-596. https://doi.org/10.1007/s11540-021-09491-3 44. SIERRA, A.; GALLO, Y.; ESTRADA, M.; GUTIÉRREZ, P.; MARÍN, M. 2021. Detection of four RNA viruses in commercial and informal potato seed tubers in Antioquia (Colombia). Archives of Phytopathology and Plant Protection. 54(5-6):273-294. https://doi.org/10.1080/03235408.2020.1829424 45. SINGH, R.P.; KURZ, J.; BOITEAU, G.; BERNARD, G. 1995. Detection of Potato leafroll virus in single aphids by the reverse transcription polymerase chain reaction and its potential epidemiological application. Journal of virological methods. 55(1):133-143. https://doi.org/10.1016/0166-0934(95)00056-z 46. THOMAS-SHARMA, S.; ABDURAHMAN, A.; ALI, S.; ANDRADE-PIEDRA, J.L.; BAO, S.; CHARKOWSKI, A.O.; CROOK, D.; KADIAN, M.; KROMANN, P.; STRUIK, P.C.; TORRANCE, L.; GARRETT, K.A.; FORBES, G.A. 2016. Seed degeneration in potato: The need for an integrated seed health strategy to mitigate the problem in developing countries. Plant Patholology. 65(1):3-16. https://doi.org/10.1111/ppa.12439 47. XU, H.; DEHAAN, T.L.; DE BOER, S.H. 2004. Detection and confirmation of Potato mop-top virus in potatoes produced in the United States and Canada. Plant Disease. 88(4):363-367. https://doi.org/10.1094/PDIS.2004.88.4.363 48. YANG, L.; NIE, B.; LIU, J.; SONG, B. 2014. A reexamination of the effectiveness of ribavirin on eradication of viruses in potato plantlets in vitro using Elisa and quantitative RT-PCR. American Journal of Potato Research. 91(3):304-311. https://doi.org/10.1007/s12230-013-9350-z
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spelling	Prevalencia de virus de ARN en tubérculos-semilla certificados de Solanum tuberosum cv. Diacol Capiro de la sabana Cundiboyacense Esta obra está bajo una licencia internacional Creative Commons Atribución-NoComercial 4.0. text/xml application/pdf Universidad de Ciencias Aplicadas y Ambientales U.D.C.A Revista U.D.C.A Actualidad & Divulgación Científica https://revistas.udca.edu.co/index.php/ruadc/article/view/2151 Español http://creativecommons.org/licenses/by-nc/4.0 Andrea García-Torres, Mónica Higuita-Valencia, Yuliana Gallo-García, Rodrigo Hoyos, Pablo Gutiérrez, Mauricio Marín - 2022 AGINDOTAN, B.O.; SHIEL, P.J.; BERGER, P.H. 2007. Simultaneous detection of potato viruses, PLRV, PVA, PVX and PVY from dormant potato tubers by TaqMan® real-time RT-PCR. Journal of Virological Methods. 142(1-2):1-9. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2006.12.012 2. ÁLVAREZ YEPES, D.; GUTIÉRREZ SÁNCHEZ, P.A.; MARÍN MONTOYA, M. 2016. Caracterización molecular del Potato virus V (PVV) infectando Solanum phureja mediante secuenciación de nueva generación. Acta Biológica Colombiana. 21(3):521-531. https://doi.org/10.15446/abc.v21n3.54712 3. ÁLVAREZ-YEPES, D.; GUTIÉRREZ-SÁNCHEZ, P.; MARÍN-MONTOYA, M. 2017. Secuenciación del genoma del Potato yellow vein virus (PYVV) y desarrollo de una prueba molecular para su detección. Bioagro. 29(1):3-14. 4. BEEMSTER, A.B.R.; BOKX, J.A. 1987. Survey of properties and symptoms. En: Bokx, J.A.; Van der Want, J.P.H. (eds). Viruses of potatoes and seed-potato production (2a ed.). Wageningen University (Netherland). p.84-113. 5. BURLINGAME, B.; MOUILLÉ, B.; CHARRONDIÈRE, R. 2009. Nutrients, bioactive non-nutrients and anti-nutrients in potatoes. Journal of Food Composition and Analysis. 22(6):494-502. https://doi.org/10.1016/j.jfca.2009.09.001 6. BUSHMANOVA, E.; ANTIPOV, D.; LAPIDUS, A.; PRJIBELSKI, A.D. 2019. rnaSPAdes: a de novo transcriptome assembler and its application to RNA-Seq data. GigaScience. 8(9). https://doi.org/10.1093/gigascience/giz100 7. CHIKH ALI, M.; MAOKA, T.; NATSUAKI, K.T. 2008. The occurrence of potato viruses in Syria and the molecular detection and characterization of Syrian Potato virus S isolates. Potato Research. 51:151-161. https://doi.org/10.1007/s11540-008-9099-9 8. COX, B.A.; JONES, R.A.C. 2010. Genetic variability in the coat protein gene of Potato virus X and the current relationship between phylogenetic placement and resistance groupings. Archives of Virology. 155:1349-1356. https://doi.org/10.1007/s00705-010-0711-3 9. FAOSTAT. 2018. Food and agriculture data. Disponible desde Internet en: http://www.fao.org/faostat/en/#home (con acceso el 10/09/2020) 10. FEDEPAPA. 2017. Plan estratégico del subsector de la papa visión 20-20. Bogotá. Disponible desde Internet en: https://fedepapa.com/wp-content/uploads/2017/01/Plan-sectorial.pdf (con acceso el 30/01/2020). 11. FEDEPAPA. 2019. Informe de gestión. Vigencia 2019. 219p. Disponible desde Internet en: https://fedepapa.com/wp-content/uploads/2022/05/INFORME-DE-GESTIO%CC%81N-VIGENCIA-2019.pdf (con acceso el 15/07/2021) 12. FOOD AND AGRICULTURE ORGANIZATION, FAO. 2008. El año internacional. Disponible desde Internet en: https://www.fao.org/3/i0500s/i0500s01.pdf (con acceso el 15/01/2020) 13. FORBES, G.A.; CHARKOWSKI, A.; ANDRADE-PIEDRA, J.; PARKER, M.; SCHULTE-GELDERMANN, E. 2020. Potato seed systems. En: Campos, H.; Ortiz, O. (eds). The potato crop. Springer (Switzerland). p.431-447. https://doi.org/10.1007/978-3-030-28683-5_12 14. FROST, K.E.; GROVES, R.L.; CHARKOWSKI, A.O. 2013. Integrated control of potato pathogens through seed potato certification and provision of clean seed potatoes. Plant Disease. 97(10):1268-1280. https://doi.org/10.1094/PDIS-05-13-0477-FE 15. GALLO GARCÍA, Y.; SIERRA MEJÍA, A.; DONAIRE SEGARRA, L.; ARANDA, M.; GUTIÉRREZ SÁNCHEZ, P.A.; MARÍN MONTOYA, M. 2019. Coinfección natural de virus de ARN en cultivos de papa (Solanum tuberosum subsp. Andigena) en Antioquia (Colombia). Acta Biológica Colombiana. 24(3):546-560. https://doi.org/10.15446/abc.v24n3.79277 16. GALLO GARCÍA, Y.M.; SIERRA MEJIA, A.; GUTIÉRREZ SÁNCHEZ, P.A.; MARÍN MONTOYA, M. 2021. Prevalencia de cinco virus de ARN en tubérculos-semilla de papa cultivados en Antioquia (Colombia). Biotecnología en el Sector Agropecuario y Agroindustrial. 19(1):66-78. https://doi.org/10.18684/bsaa.v19.n1.2021.1343 17. GARCÍA, A.; HIGUITA, M.; HOYOS, R.; GALLO, Y.; MARÍN, M.; GUTIÉRREZ, P. 2022. Indexing of RNA viruses in certified and uncertified potato seed-tubers from Solanum tuberosum cv. Diacol Capiro, and S. phureja cv. Criolla Colombia: a pilot study. Archives of Phytopathology and Plant Protection. 55(9):1082-1101. https://doi.org/10.1080/03235408.2022.2081760 18. GIL, J.F.; COTES, J.M.; MARÍN, M. 2011. Incidencia de Potyvirus y caracterización molecular de PVY en regiones productoras de papa (Solanum tuberosum L) de Colombia. Revista colombiana de biotecnología. 13(1):85-93. 19. GILDEMACHER, P.R.; SCHULTE-GELDERMANN, E.; BORUS, D.; DEMO, P.; KINYAE, P.; MUNDIA, P.; STRUIK, P.C. 2011. Seed potato quality improvement through positive selection by smallholder farmers in Kenya. Potato Research. 54:253. https://doi.org/10.1007/s11540-011-9190-5 20. GLAIS, L.; TRIBODET, M.; KERLAN, C. 2005. Specific detection of the PVYN-W variant of Potato virus Y. Journal of Virological Methods. 125(2):131-136. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2005.01.007 21. GUTIÉRREZ, P.; RIVILLAS, A.; TEJADA, D.; GIRALDO, S.; RESTREPO, A.; OSPINA, M.; CADAVID, S.; GALLO, Y.; MARÍN, M. 2021. PVDP: A portable open source pipeline for detection of plant viruses in RNAseq data. A case study on potato viruses in Antioquia (Colombia). Physiological and Molecular Plant Pathology. 113:101604. https://doi.org/10.1016/j.pmpp.2021.101604 22. GUZMÁN-BARNEY, M.; HERNÁNDEZ, A.K.; FRANCO-LARA, L. 2013. Tracking foliar symptoms caused by tuber-borne Potato yellow vein virus (PYVV) in Solanum Phureja (Juz et Buk) Cultivar “Criolla Colombia”. American Journal of Potato Research. 90:284-293. https://doi.org/10.1007/s12230-013-9303-6 23. HALTERMAN, D.; CHARKOWSKI, A.; VERCHOT, J. 2012. Potato viruses and seed certification in the USA to provide healthy propagated tubers. Pest Technology. 6(Special Issue 1):1-14. 24. HAMEED, A.; IQBAL, Z.; ASAD, S.; MANSOOR, S. 2014. Detection of multiple potato viruses in the field suggests synergistic interactions among potato viruses in Pakistan. The Plant Pathology Journal. 30(4):407-415. https://doi.org/10.5423/PPJ.OA.05.2014.0039 25. HENAO-DÍAZ, E.; GUTIÉRREZ-SÁNCHEZ, P.; MARÍN-MONTOYA, M. 2013. Análisis filogenético de aislamientos del Potato virus Y (PVY) obtenidos en cultivos de papa (Solanum Tuberosum) y tomate de árbol (Solanum Betaceum) en Colombia. Actualidades Biológicas. 35(99):219-232. 26. INSTITUTO COLOMBIANO AGROPECUARIO, ICA. 2015. Resolución 3168 de 2015. 97p. Disponible desde Internet en: https://www.ica.gov.co/getattachment/4e8c3698-8fcb-4e42-80e7-a6c7acde9bf8/2015R3168.aspx (con acceso el 10/09/2020). 27. KERLAN, C. 2009. Potato viruses. En: Mahy, B.W.J.; Van Regenmortel, M.H.V. (eds). Desk encyclopedia of plant and fungal virology. Academic Press. p.458-471. 28. KREUZE, J.F.; SOUZA-DIAS, J.A.C.; JEEVALATHA, A.; FIGUEIRA, A.R.; VALKONEN, J.P.T.; JONES, R.A.C. 2020. Viral diseases in potato. En: Campos, H.; Ortiz, O. (eds). The potato crop. Its agricultural, nutritional and social Contribution to Humankind. Springer. p.389-431. 29. KUMAR, S.; STECHER, G.; LI, M.; KNYAZ, C.; TAMURA, K. 2018. MEGA X: Molecular evolutionary genetics analysis across computing platforms. Molecular Biology and Evolution. 35(6):1547-1549. https://doi.org/10.1093/molbev/msy096 30. MARÍN MONTOYA, M.; GUTIÉRREZ SÁNCHEZ, P.A. 2016. Principios de virología molecular de plantas tropicales. Corpoica (Colombia). 313p. 31. MILNE, I.; BAYER, M.; CARDLE, L.; SHAW, P.; STEPHEN, G.; WRIGHT, F.; MARSHALL, D. 2010. Tablet - next generation sequence assembly visualization. Bioinformatics. 26(3):401-402. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btp666 32. MINISTERIO DE AGRICULTURA Y DESARROLLO RURAL, MADR. 2020. Cadena de la papa. 21p. Disponible desde Internet en: https://sioc.minagricultura.gov.co/Papa/Documentos/2020-06-30%20Cifras%20Sectoriales.pdf (con acceso el 17/08/2021) 33. MUMFORD, R.A.; WALSH, K.; BARKER, I.; BOONHAM, N. 2000. Detection of Potato mop top virus and Tobacco rattle virus using a multiplex real-time fluorescent reverse-transcription polymerase chain reaction assay. Phytopathology. 90(5):448-453. https://doi.org/10.1094/PHYTO.2000.90.5.448 34. NIE, X.; SINGH, R.P. 2001. A novel usage of random primers for multiplex RT-PCR detection of virus and viroid in aphids, leaves, and tubers. Journal of Virological Methods. 91(1):37-49. https://doi.org/10.1016/S0166-0934(00)00242-1 35. NOLTE, P.; WHITWORTH, J.L.; THORNTON, M.K.; MCINTOSH, C.S. 2004. Effect of seedborne Potato virus Y on performance of russet burbank, russet norkotah, and shepody potato. Plant Disease. 88(3):248-252. https://doi.org/10.1094/PDIS.2004.88.3.248 36. ÑUSTEZ, C.E. 2011. Variedades Colombianas de Papa. Universidad Nacional de Colombia (Bogotá). 46p. 37. PORRAS RODRÍGUEZ, P.D.; HERRERA HEREDIA, C.A. 2015. Modelo productivo de la papa variedad Diacol Capiro para el departamento de Antioquia. Corpoica (Mosquera, Colombia). 92p. 38. RAIGOND, B.; VERMA, A.; PATHANIA, S.; J, S.; KOCHHAR, T.; CHAKRABARTI, S.K. 2020. Development of a reverse transcription loop-mediated isothermal amplification for detection of potato virus a in potato and in insect vector aphids. Crop Protection. 137:105296. https://doi.org/10.1016/j.cropro.2020.105296 39. RIASCOS CHICA, M.; GUTIÉRREZ SÁNCHEZ, P.A.; MARÍN MONTOYA, M.A. 2018. Identificación molecular de Potyvirus infectando cultivos de papa en el oriente de Antioquia (Colombia). Acta Biológica Colombiana. 23(1):39-50. http://dx.doi.org/10.15446/abc.v23n1.65683 40. SALAZAR, L.F. 2006. Emerging and re-emerging potato diseases in the Andes. Potato Research. 49:43-47. https://doi.org/10.1007/s11540-006-9005-2 41. SAVENKOV, E.I.; SANDGREN, M.; VALKONEN, J.P.T. 1999. Complete sequence of RNA 1 and the presence of tRNA like structures in all RNAs of Potato mop-top virus, genus Pomovirus. Journal of General Virology. 80(10):2779-2784. https://doi.org/10.1099/0022-1317-80-10-2779 42. SCHULTE-GELDERMANN, E.; GILDEMACHER, P.R.; STRUIK, P.C. 2012. Improving seed health and seed performance by positive selection in three Kenyan potato varieties. American Journal of Potato Research. 89(6):429-437. https://doi.org/10.1007/s12230-012-9264-1 43. SCHUMPP, O.; BRÉCHON, A.; BRODARD, J.; DUPUIS, B.; FARINELLI, L.; FREI, P.; OTTEN, P.; PELLET, D. 2021. Large-Scale RT-qPCR diagnostics for seed potato certification. Potato Research. 64:553-596. https://doi.org/10.1007/s11540-021-09491-3 44. SIERRA, A.; GALLO, Y.; ESTRADA, M.; GUTIÉRREZ, P.; MARÍN, M. 2021. Detection of four RNA viruses in commercial and informal potato seed tubers in Antioquia (Colombia). Archives of Phytopathology and Plant Protection. 54(5-6):273-294. https://doi.org/10.1080/03235408.2020.1829424 45. SINGH, R.P.; KURZ, J.; BOITEAU, G.; BERNARD, G. 1995. Detection of Potato leafroll virus in single aphids by the reverse transcription polymerase chain reaction and its potential epidemiological application. Journal of virological methods. 55(1):133-143. https://doi.org/10.1016/0166-0934(95)00056-z 46. THOMAS-SHARMA, S.; ABDURAHMAN, A.; ALI, S.; ANDRADE-PIEDRA, J.L.; BAO, S.; CHARKOWSKI, A.O.; CROOK, D.; KADIAN, M.; KROMANN, P.; STRUIK, P.C.; TORRANCE, L.; GARRETT, K.A.; FORBES, G.A. 2016. Seed degeneration in potato: The need for an integrated seed health strategy to mitigate the problem in developing countries. Plant Patholology. 65(1):3-16. https://doi.org/10.1111/ppa.12439 47. XU, H.; DEHAAN, T.L.; DE BOER, S.H. 2004. Detection and confirmation of Potato mop-top virus in potatoes produced in the United States and Canada. Plant Disease. 88(4):363-367. https://doi.org/10.1094/PDIS.2004.88.4.363 48. YANG, L.; NIE, B.; LIU, J.; SONG, B. 2014. A reexamination of the effectiveness of ribavirin on eradication of viruses in potato plantlets in vitro using Elisa and quantitative RT-PCR. American Journal of Potato Research. 91(3):304-311. https://doi.org/10.1007/s12230-013-9350-z Núm. 2 , Año 2022 :Revista U.D.C.A Actualidad & Divulgación Científica. Julio-Diciembre info:eu-repo/semantics/article http://purl.org/coar/resource_type/c_6501 http://purl.org/coar/resource_type/c_1843 info:eu-repo/semantics/publishedVersion http://purl.org/coar/version/c_970fb48d4fbd8a85 info:eu-repo/semantics/openAccess http://purl.org/coar/access_right/c_abf2 Text Artículo de revista Publication 2 25 La papa (Solanum tuberosum) Diacol Capiro es uno de los cultivares con mayor producción y consumo interno en Colombia, siendo los departamentos de Cundinamarca y Boyacá, los principales productores. Este cultivo, se ve afectado por un complejo de virus, que disminuye la calidad de los tubérculos y los rendimientos. En este trabajo, se evaluó la prevalencia de los virus de ARN: PLRV, PVY, PVX, PVS, PVV, PYVV, PMTV y PVB, en brotes de tubérculos-semilla certificados, provenientes de la sabana Cundiboyacense, mediante RT-qPCR. Los resultados revelan la ocurrencia de siete de los ochos virus en las muestras, con niveles de infección de 100 % (PVS, PVX y PYVV), 75 % (PLRV), 50 % (PVY), 37,5 % (PMTV) y 12,5 % (PVB). Adicionalmente, con el fin de obtener información de los genomas de los virus detectados, se utilizó secuenciación de alto rendimiento (HTS), de una muestra compuesta (bulk) de brotes, siendo posible obtener el genoma completo del PLRV y el genoma parcial del PVY. Los análisis filogenéticos realizados con dichas secuencias ubicaron a los virus PLRV y PVY en clados, conformados por aislamientos colombianos, con niveles de identidad superiores al 97 %. Estos hallazgos evidencian la necesidad de fortalecer los programas de certificación de tubérculos-semilla de papa en el país, mediante la utilización de pruebas moleculares de detección viral. García-Torres, Andrea Higuita-Valencia, Mónica Gallo-García, Yuliana Hoyos, Rodrigo Gutiérrez, Pablo Marín, Mauricio Detección de virus RT-qPCR Secuenciación de alto rendimiento Semilla de papa Virus de plantas Potato seed Virus detection High-throughput sequencing Journal article Diacol-Capiro is one of the most important potato (Solanum tuberosum) cultivars in Colombia with most production concentrated in the provinces of Cundinamarca and Boyacá. Unfortunately, this crop is seriously affected by several viruses that compromise the quality of tubers and yields. In this work, it was evaluated the prevalence of the RNA viruses: PLRV, PVY, PVX, PVS, PVV, PYVV, PMTV, and PVB in certified tuber-seed sprouts produced in the highlands of Cundinamarca and Boyacá by RT-qPCR. Results revealed a prevalence of 100 % for PVS, PVX, and PYVV; 75 % for PLRV, 50 % for PVY, 37.5 % for PMTV, and 12.5 % for PVB. Additionally, high-throughput sequencing from a sprout´s bulk sample was used to gather genomic information of infecting viruses, which resulted in a partial PVY sequence, and a complete PLRV genome. Phylogenetic analysis revealed that both assemblies cluster within clades comprising other Colombian isolates with more than 97 % nucleotide sequence identity. These findings highlight the need to update potato seed-tuber certification programs in Colombia with the implementation of more sensitive molecular tests. Plant viruses Prevalence of RNA viruses in certified seed-tubers of Solanum tuberosum cv. Diacol Capiro from the highlands of Cundinamarca and Boyacá RT-qPCR 2022-12-31T00:00:00Z 2022-12-31 https://doi.org/10.31910/rudca.v25.n2.2022.2151 10.31910/rudca.v25.n2.2022.2151 https://revistas.udca.edu.co/index.php/ruadc/article/download/2151/2526 https://revistas.udca.edu.co/index.php/ruadc/article/download/2151/2525 0123-4226 2619-2551 2022-12-31T00:00:00Z

Prevalencia de virus de ARN en tubérculos-semilla certificados de Solanum tuberosum cv. Diacol Capiro de la sabana Cundiboyacense

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